Saccharoselücke - Wikipedia

Die Saccharoselücke wird verwendet, um einen Leitungsblock in Nerven- oder Muskelfasern zu erzeugen. Eine hohe Konzentration an Saccharose wird auf den extrazellulären Raum aufgebracht, wodurch das korrekte Öffnen und Schließen der Natrium- und Kaliumkanäle verhindert wird, wodurch der Widerstand zwischen zwei Zellgruppen erhöht wird. Es wurde ursprünglich von Robert Stämpfli zur Erfassung von Aktionspotentialen in Nervenfasern entwickelt, ^[1] und eignet sich besonders zur Messung irreversibler oder stark variabler pharmakologischer Modifikationen von Kanaleigenschaften, da unbehandelte Membranbereiche in den Knoten zwischen den Saccharoseregionen gezogen werden können. 19659003] History [ edit ]

Die Saccharose-Spalt-Technik wurde erstmals von de: Robert Stämpfli im Jahr 1954 ^[3] eingeführt, der zwischen 1947 und 1949 mit Alan Hodgkin und Andrew Huxley arbeitete In der Forschung stellte Stämpfli fest, dass Ströme, die sich entlang der Nervenfasern bewegen, leichter gemessen werden können, wenn eine Lücke mit hohem Widerstand besteht, die die Menge an leitendem Medium außerhalb der Zelle verringert. Stämpfli beobachtete viele Probleme mit den Methoden, die damals zur Messung des Membranpotenzials verwendet wurden. Er experimentierte mit einer neuen Methode, die er als Saccharose-Lücke bezeichnete. Die Methode wurde zur Untersuchung von Aktionspotentialen in Nervenfasern verwendet. ^[3]

Huxley beobachtete die Methode von Stämpfli und stimmte zu, dass sie nützlich sei und nur sehr wenige Fehler hervorbrachte. Die Sucrose-Gap-Technik trug auch zur Entdeckung hemmender Übergangspotentiale durch Stämpfli und Huxley bei. ^[4] Seit ihrer Einführung wurden viele Verbesserungen und Änderungen an der Technik vorgenommen. Eine Modifikation des Einzel-Saccharose-Spaltverfahrens wurde von C.H.V. Hoyle, 1987. ^[5]
Die Technik der doppelten Sucrose-Lücke, die 1968 von Rougier, Vassort und Stämpfli erstmals zur Untersuchung von Herzzellen verwendet wurde, wurde von C. Leoty und J. Alix verbessert, die eine verbesserte Kammer für die doppelte Sucrose einführten Lücke mit Spannungsklemmtechnik, die den externen Widerstand am Knoten beseitigt. ^[6]

Eine klassische Saccharoselückentechnik wird normalerweise mit drei Kammern eingerichtet, die jeweils ein Segment des Neurons oder der untersuchten Zellen enthalten. Die Testkammer enthält eine physiologische Lösung wie Krebs oder Ringer-Lösung, die die Ionenkonzentration und den osmotischen Druck der natürlichen Umgebung der Zelle nachahmt. In diese Kammer können auch Testarzneimittel gegeben werden, um die Wirkung, die sie auf die Zellfunktion haben, zu untersuchen. Ag-AgCl- oder Platindrahtelektroden werden im Allgemeinen zur Stimulierung der Zellen in der Testlösung verwendet. Die Saccharosekammer (oder der Spalt) ist die mittlere Kammer, die die beiden anderen Kammern oder Abschnitte der Nervenfaser oder -zellen trennt. Diese Kammer enthält eine isotonische Saccharoselösung mit hohem spezifischem Widerstand. Der spezifische Widerstand beschreibt die Fähigkeit eines Materials oder einer Lösung, elektrischen Strom entgegenzusetzen, so dass eine Sucroselösung mit hohem spezifischem Widerstand die drei Kammern elektrisch isoliert. Die dritte Kammer enthält normalerweise eine KCl-Lösung, die die intrazelluläre Lösung nachahmt. Die hohe Kaliumkonzentration in dieser Kammer depolarisiert das eingetauchte Segment des Gewebes, wodurch Potentialdifferenzen zwischen den beiden durch den Saccharoselücken getrennten Segmenten gemessen werden können. Vaseline, Silikonfett oder eine Silikon-Vaseline-Mischung wird verwendet, um den Nerv oder das Gewebe in Position abzudichten und die Diffusion der Lösung zwischen den Kammern zu verhindern. Ein Paar Agar-verbrückter Ag-AgCl-Elektroden wird in den Test- und KCl-Kammern angeordnet, um die Änderungen des Membranpotentials aufzuzeichnen. ^[7]

Single Sucrose Gap Technique [ edit

Die Single Die Saccharose-Spalt-Technik wird zur Untersuchung der elektrischen Aktivität von Zellen verwendet. Es ist nützlich bei der Untersuchung von kleinen Nervenfasern und elektrisch verbundenen Zellen wie glatten Muskelzellen. Das Verfahren erzeugt einen Leitungsblock in einer Nerven- oder Muskelfaser, indem zwischen zwei Zellgruppen eine Lücke mit hohem Widerstand eingebracht wird. Eine nichtionische Saccharoselösung wird verwendet, um die Resistenz im extrazellulären Bereich zwischen den beiden Gruppen zu erhöhen. ^[8] Dadurch kann der gesamte Strom, der auf einer Seite der Lücke entsteht, nur durch das Innere des Nervs oder des Gewebes zur anderen Seite fließen. Änderungen des elektrischen Potentials zwischen den beiden Gruppen können gemessen und aufgezeichnet werden. ^[7]

Double Sucrose Gap Technique [ edit

An der einfachen Sucrose-Gap-Technik wurden Änderungen vorgenommen . Eine Modifikation wird als Doppelsaccharose-Spalt-Technik bezeichnet. Damit wird gleichzeitig der Widerstand und das Membranpotential gemessen. Zwei Kammern, die Saccharoselösungen enthalten, werden verwendet, um einen Knoten des Nervs oder Gewebes zu isolieren, der in eine physiologische Lösung eingetaucht wird. Die beiden Enden des Nervs oder des Gewebes werden durch eine an Kaliumionen reiche Lösung depolarisiert. Die Potentialdifferenzen zwischen dem Knoten oder der Testkammer und einer der kaliumreichen Kammern können gemessen werden, während das Potential in dem Knoten durch den Strom verändert werden kann, der zwischen der anderen kaliumreichen Kammer und dem Knoten entartet ist. Die erhaltenen Informationen können zusammen mit der Ohm'schen Gesetzgleichung verwendet werden, um den Membranwiderstand der Zellen innerhalb des Knotens zu bestimmen. ^[8] Die doppelte Sucroselücke kann auch als Spannungsklemme verwendet werden. ^[9] Wenn verwendet Bei entsprechender Elektronik kann der doppelte Saccharosespalt verwendet werden, um das Membranpotential des in der Testkammer enthaltenen Nerven- oder Gewebesegments spannungsgeklemmt zu werden. ^[8]

Vorteile und Einschränkungen [

Vorteile [ edit ]

Die Saccharose-Spalt-Technik ermöglicht die Messung von Ionenströmen in mehrzelligen Geweben. Spannungs-Clamp- und Patch-Clamp-Verfahren sind zwar auch für die Untersuchung der Funktionen von Neuronen geeignet, die Saccharose-Lückentechnik ist jedoch einfacher durchzuführen und weniger teuer. Darüber hinaus kann die Saccharose-Lücke-Technik über einen längeren Zeitraum stabile Aufnahmen von kleinen Zellen wie Nervenfasern oder glatten Muskelzellen liefern. Es ist jedoch sehr kompliziert, ähnliche Messungen mit intrazellulären oder Patch-Clamp-Elektroden durchzuführen, da sie kleine Axone oder Zellen physisch beschädigen können. Aufgrund der Anordnung der Saccharose-Spaltkammern ist die Technik der Stimulation des Neurons oder der Zelle einfach und zuverlässig. Diese Methode eignet sich auch für die Untersuchung der Veränderungen des Membranpotenzials als Reaktion auf verschiedene pharmakologisch aktive Wirkstoffe, die in die Testkammer eingeführt werden können. ^[7]

Limitations [

A-Dur Einschränkung der einzelnen Saccharoselücke ist, dass sie die tatsächlichen Werte des Membranpotentials und der Aktionspotentialamplituden nicht bestimmen kann. Es kann nur die relativen Änderungen des Potentials zwischen den durch die Saccharoselösung getrennten Regionen aufgrund des Rangiereffekts messen. Ein doppelter Saccharosespalt kann jedoch das Membranpotential und den Widerstand messen. Eine weitere Einschränkung besteht darin, dass Membranpotentiale nicht aus Geweben erhalten werden können, bei denen keine elektrische Kopplung zwischen den Zellen besteht (dh wenn die räumliche Konstante λ nahe bei Null liegt). ^[7] Auch die Saccharoselösung, die eine niedrige Ionenkonzentration aufweist können die exponierten Zellen an lebenswichtigen intrazellulären Ionen wie Natrium und Kalium abbauen, was ihre Lebensfähigkeit beeinträchtigen kann. ^[8] Dies kann dazu führen, dass die Membran hyperpolarisiert wird und die Leitung von Aktionspotentialen entlang der Zelle beeinflusst. Trotz dieser Einschränkungen ist die Saccharose-Lücken-Methode aufgrund ihrer vielen Vorteile eine nützliche und zuverlässige Methode für neurowissenschaftliche Studien. ^[7]

Applications [ edit

Die Saccharose-Lücken-Technik wird verwendet Aufzeichnung der Membranaktivitäten von myelinisierten Nerven, unmyelinisierten Nerven, glatten Muskeln und Herzmuskel. Neben Mikroelektroden- und Patch-Clamp-Methoden wird die Saccharoselücke häufig von Experimentatoren zur Untersuchung des Nervensystems verwendet und kann als wirksame Methode zur Untersuchung der Auswirkungen von Medikamenten auf die Membranaktivität dienen. ^[7] Untersuchungen zur Wirkung von Cholin, Acetylcholin und Carbachol bezüglich der Ruhepotentiale des Ganglions der oberen Halswirbelsäule bei Kaninchen wurden unter Verwendung der Saccharosespaltmethode durchgeführt. Die Aufzeichnung von Membranpotentialen im oberen Halswirbelgelenk wurde mit der Saccharosespaltmethode vereinfacht, da sie die Depolarisierung des Ganglions und des N. carotis interna ermöglicht. ^[10]

Zur Bestimmung der Beziehung zwischen den beiden wurde das Saccharosespaltverfahren angewendet Die externe Kaliumkonzentration und das Membranpotential glatter Muskelzellen unter Verwendung von Meerschweinchen-Uretern. ^[11] Es wurde auch verwendet, um ungenaue Messungen des Membranpotenzials zu korrigieren, die aus Leckströmen durch die Membran und extrazellulärem Widerstand resultieren. Durch die Verwendung der Saccharose-Lücken-Methode kann auch eine Korrektur der ungenauen Membranstromstärke korrigiert werden. ^[12]

Die Entwicklung der Saccharose-Lücken-Methode hat zu doppelten Saccharose-Lücken-Techniken geführt. Eine doppelte Sucroselücke ist im Allgemeinen vorteilhaft, wenn kleinere Segmente von Nervenfasern elektrisch isoliert werden sollen, als dies mit einer einzigen Sucroselücke möglich wäre, ^[11] wie dies in Studien zu Membranpotentialen und -strömungen in ventrikulären Muskelfasern von Schafen und Kälbern der Fall war. ^[13] Die doppelte Sucrose-Gap-Technik wird auch über die einzelne Sucrose-Lücke zur Untersuchung des Herzmuskels angewendet, wo sie eine klarere Auflösung früher Ströme ermöglicht, die innerhalb der ersten 10-100 Millisekunden der Depolarisation auftreten. ^[11]

Referenzen [19659004] [ edit ]

1. ^ Stämpfli, R (1954). "Eine neue Methode zur Messung von Membranpotentialen mit externen Elektroden". Experientia . 10 (12): 508–509. doi: 10.1007 / BF02166189. PMID 14353097.
   


2. ^ Pooler, JP; Valenzeno, DP. (1983). "Überprüfung der Doppel-Sucrose-Lücke-Technik zur Untersuchung von Hummer-Riesenaxonen. Theorie und Experimente". Biophys J . 44 (2): 261–269. Bibcode: 1983BpJ .... 44..261P. doi: 10.1016 / S0006-3495 (83) 84298-2. PMC 1434829 . PMID 6652217.
   


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4. ^ Bennett, Max R. (2001). "Entdeckung der elektrischen Anzeichen einer inhibitorischen Übertragung: das Potential des inhibitorischen Übergangs". Geschichte der Synapse . Amsterdam: OPA. S. 114–118. ISBN 978-9058232335.
   


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